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PROCESAMIENTO DE MUESTRAS RENALES

 

En la práctica diaria nosotros recibimos muestras de tejido renal obtenido por biopsia percutánea con aguja, biopsia a cielo abierto (cuña de tejido) o nefrectomía (parcial o total). El especimen debe manipularse con mucho cuidado, evitando comprimirlo o fragmentarlo. Cuando se trata de cuñas o nefrectomías no hay problema para seleccionar el material para microscopía de luz convencional, para inmunofluorescencia (IF) y para microscopía electrónica (ME). En algunos casos y centros se procura guardar, además, material congelado para estudios moleculares, aunque el material sobrante del que fue congelado para IF puede ser útil.

Cuando se trata de cilindros obtenidos con aguja debemos identificar, con el microscopio de disección, la corteza y la médula, para seleccionar tejido con glomérulos para IF y ME. La médula muestra estructuras paralelas que corresponden a los conductos colectores y a los vasos rectos. La corteza aparece irregular y los glomérulos usualmente son visibles como pequeños acúmulos de capilares o como puntos gruesos rojos. A veces, estos glomérulos se ven pálidos o irregulares, pero pueden identificarse con relativa certeza. En casos de extensa destrucción glomerular o semilunas difusas y circunferenciales puede ser más difícil identificarlos.

Para IF es recomendable tener al menos un fragmento de cilindro con varios glomérulos, ya que si es uno solo puede agotarse al obtener los múltiples cortes para evaluar depósitos de diferentes inmunoglobulinas y fracciones del complemento. Para ME es recomendale obtener dos pequeños fragmentos, de 1 - 2 mm, con glomérulos. El tejido restante se procesa para inclusión en parafina y cortes para microscopía convencional.

Si no hay microscopio de disección disponible, el mejor método es cortar dos fragmentos de 1 mm, uno de cada extremo del cilindro, para ME, y fragmentos de 2 mm, también de ambos extremos, para IF.

En los casos con bastante tejido renal (cuñas o nefrectomías) es mejor guardar congelado más tejido del necesario: es preferible tener tejido adecuadamente procesado y no necesitarlo que necesitarlo y no tenerlo.

El tejido para microscopía óptica se debe fijar en formol neutro (algunos centros utilizan una fijación inicial, una hora, con Zenker o Bouin`s, porque fija más rápido y permite ver mejor las características celulares) y luego incluirlo en parafina. Es posible incluir en plástico, lo cual permite una mejor visualización de las estructuras microscópicas; sin embargo, procesado así el tejido no es adecuado para hacer otras técnicas, de ser necesarias, como inmunohistoquímica o hibridación in situ. Además, es un método complicado, laborioso y costoso. Para procesamiento rápido, en 1 ó 2 horas, pueden utilizarse métodos de inclusión rápida con horno microondas o, donde está disponible, procesadores de tejidos para inlcusión rápida (Rohr LR, et al. A comparison of routine and rapid microwave tissue processing in a surgical pathology laboratory. Quality of histologic sections and advantages of microwave processing. Am J Clin Pathol 2001;115:703–708 [PubMed link]).

En la práctica diaria, buenos cortes (2 - 3 micras de espesor) teñidos con H&E, PAS, plata-metenamina y tricrómico, permiten hacer un diagnóstico histológico adecuado. En algunos casos se utilizan otras tinciones: rojo congo (amiloidosis), Wright y Giemsa, elástico, hierro, fibrina, etcétera, de acuerdo al diagnóstico presuntivo clínico o a los hallazgos microscópicos.

Idealmente el tejido seleccionado para IF debe ser congelado rápidamente, usualmente en isopentano o metilbutano enfriado en nitrógeno líquido, después de haberlo colocado en OCT (gel para inmersión de muestras para congelación). Algunos autores informan resultados aceptables realizando fluorescencia (no inmunofluorescencia) en muestras procesadas de manera rutinaria, pero fijadas en fijador de Hollande, para detectar depósitos inmunes (McMahon JT, et al, Demonstration of immune complex deposits using fluorescence microscopy of hematoxylin and eosin-stained sections of Hollande's fixed renal biopsies. Mod Pathol. 2002;15:988-97 [PubMed link])

El material para ME debe colocarse en cubículos de 1 mm y luego en glutaraldehído frío tan pronto como sea posible. En casos necesarios, el tejido incluído en parafina puede recuperarse para ME, pero la calidad de las imágenes disminuye marcadamente (Wang NS, Minassian H. The formaldehyde-fixed and paraffin-embedded tissues for diagnostic transmission electron microscopy: a retrospective and prospective study. Hum Pathol 1987;18:715–727 [PubMed Link]; Widehn S, Kindblom LG. A rapid and simple method for electron microscopy of paraffin-embedded tissue. Ultrastruct Pathol 1988;12:131–136[PubMed Link]).

No hay un número mínimo de glomérulos indispensable para un adecuado diagnóstico. En lesiones globales y difusas un solo glomérulo puede ser suficiente. En lesiones segmentarias, o en casos de cambios mínimos, mientras mayor número de glomérulos mejor, pero esperamos estudiar al menos 20 (Fogo AB. Approach to renal biopsy. Am J Kidney Dis. 2003;42:826-36 [PubMed link]).

BIOPSIAS RENALES, PROTOCOLO DE ESTUDIO RUTINARIO

El diagnóstico en patología renal depende en gran parte de la cantidad de tejido adecuado para diagnóstico. No hay una cantidad mínima requerida, cada caso, de acuerdo a la enfermedad sospechada y a la necesidad de estudios ultraestructurales, requerirá mayor o menor cantidad de tejido cortical (o de glomérulos).

En todos los casos de biopsias de riñones nativos, y de riñones trasplantados en los que se sospeche posible enfermedad glomerular recidivante o de novo, la biopsia debe enviarse en fresco para ser seleccionado en nuestro departamento el tejido para inmunofluorescencia y para microscopía óptica. En fresco significa sin ningun fijador como formol o Bouin's; en general es recomendable poner el cilindro o la cuña de la biopsia sobre papel filtro, u otro papel que no se deshaga (no papel higienico ni de toallas absorbentes), y luego envolver este papel con la muestra en gasa empapada abundantemente en solución salina: la muestra no se debe dejar secar. Otro método es poner la muestra en un frasco con solución salina. Si la muestra tardará más de 30 minutos en llegar al laboratorio es recomendable que sea refrigerada, poniendo el recipiente con la biopsia en otro con cubos de hielo. Nunca poner la muestra en el congelador de su nevera.

El material recibido será disecado (microscopio de disección) para asegurarnos de que los fragmentos para IF y ME contengan glomérulos (Figura 1.). El resto del tejido será fijado en formol neutro al 4% o en Bouin’s por una hora y luego transferido al formol para posterior inclusión en parafina.

Figura 1. Con el microscopio de disección, en este cilindro, se identifican, al menos, cuatro glomérulos (flechas). En algunos casos, como el de la fotografía, los glomérulos resaltan mucho por estar congestivos, con sangre. En otros casos es más difícil identificarlos, principalmente si hay alteraciones severas como glomeruloesclerosis o proliferación extracapilar. (Cilindro en fresco observado con microscopio de disección, X32).

Figura 2. La médula renal se reconoce con relativa facilidad por la presencia de túbulos que le dan un aspecto estriado. En esta microfotografía se ven como líneas o ranuras oblicuas que atraviesan el cilíndro. Los fragmentos de médula no contienen glomérulos y por lo tanto no son adecuados para inmunofluorescencia ni para microscopía electrónica. (Cilindro en fresco observado con microscopio de disección, X32).

De todos los casos se obtendrán al menos 7 placas histológicas que serán teñidas con hematoxilina y eosina, tricrómico (de Masson o de Gomori), P.A.S. y plata metenamina.

Del material seleccionado para inmunofluorescencia se harán, por congelación, cortes en diferentes cristales para IgG, IgA, IgM, C3, C1q, C4, cadenas ligeras Kappa y Lambda y, según los hallazgos, para fibrinógeno, albúmina u otros anticuerpos.

Bibliografía recomendada

 


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